ฤทธิ์ต้านจุลชีพและความเป็นพิษของสารสกัดมะดะหลวง
Article Sidebar
Main Article Content
บทคัดย่อ
บทนำและวัตถุประสงค์ มะดะหลวง เป็นไม้ผลที่พบได้ในประเทศแถบเอเซียตะวันออกเฉียงใต้ จีน และอินเดีย ผลสุกรับประทานได้มีรสหวานอมเปรี้ยว พืชนี้มีรายงานฤทธิ์ทางเภสัชวิทยาที่หลากหลาย แต่ในประเทศไทยยังคงมีการนำมะดะหลวงมาใช้ประโยชน์และบริโภคอย่างจำกัด การศึกษานี้มีเป้าหมายเพื่อทดสอบฤทธิ์ต้านจุลชีพและความเป็นพิษของสารสกัดเอทานอลจากส่วนใบ เนื้อผลสุก และเมล็ดของมะดะหลวง
วิธีการศึกษา การทดสอบฤทธิ์ต้านจุลชีพของสารสกัดเอทานอลจากส่วนใบ เนื้อผลสุก และเมล็ดของมะดะหลวงใช้วิธี Broth microdilution method ประเมินความเป็นพิษของสารสกัดโดยการทดสอบความเป็นพิษต่อเซลล์เพาะเลี้ยงชนิด HaCaT ด้วยวิธี MTT assay และการทดสอบความเป็นพิษต่อไรทะเล
ผลการศึกษา สารสกัดทั้งสามชนิดมีฤทธิ์ต้านจุลชีพต่อเชื้อจุลินทรีย์ก่อโรคหลายชนิด สารสกัดจากเนื้อผลสุกและเมล็ดแสดงฤทธิ์ต้านแบคทีเรียต่อเชื้อแบคทีเรียก่อให้เกิดโรคฟันผุ แบคทีเรียที่อยู่บนผิวหนัง และแบคทีเรียก่อโรคบริเวณช่องคลอด ที่ MICs 25-200 ไมโครกรัมต่อมิลลิลิตร การทดสอบความเป็นพิษของสารสกัดจากเนื้อผลสุกและเมล็ดในเซลล์เพาะเลี้ยงชนิด HaCaT มีค่า IC50 >100 และ 91.25 ไมโครกรัมต่อมิลลิลิตร ตามลำดับ การทดสอบความเป็นพิษต่อไรทะเลพบว่าสารสกัดเนื้อผลสุกไม่มีพิษในขณะที่สารสกัดเมล็ดมีพิษเล็กน้อย
อภิปราย สารสกัดจากเนื้อผลสุกและเมล็ดของมะดะหลวงแสดงฤทธิ์ต้านแบคทีเรียที่อาศัยอยู่บริเวณผิวหนังได้ดี สอดคล้องกับการใช้ประโยชน์ในทางการแพทย์พื้นบ้านของชนพื้นถิ่นดั้งเดิมในอินเดีย ที่ใช้ผลมะดะหลวงสำหรับรักษาโรคผิวหนัง และรักษาแผล
ข้อสรุปและข้อเสนอแนะ การศึกษานี้แสดงให้เห็นว่ามะดะหลวงเป็นพืชที่มีศักยภาพสำหรับนำไปใช้ประโยชน์ทั้งในด้านส่งเสริมการบริโภค หรือพัฒนาเป็นผลิตภัณฑ์สำหรับดูแลสุขภาพ
Article Details
อนุญาตภายใต้เงื่อนไข Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
เอกสารอ้างอิง
Smitinand T. Thai Plant Names. 2nd ed (Revised Edition). Bangkok: Prachachon Ltd.; 2001. (in Thai)
Gardner S, Sidisunthorn P, Chayamarit K, Utteridge T. Forest Trees of Southern Thailand. Bangkok: Kobfai Publishing Project.; 2015.
Hooker JD. Flora of British India. Kent: L. Reeve & Co. LTD.; 1875.
Xiwen L, Jie L. Stevens PF. 8. GARCINIA Linnaeus, Sp. P1. 1: 443. 1753. Flora of China 13. [Internet]. 2007 [cited 2023 June 30]; [9 pages]. Available from: http://flora.huh. harvard. edu/china/PDF/PDF13 /Garcinia.pdf
Murmu P, Kumar S, Patra JK, Singh NR, Rath SK. Ethnobotanical, nutritional, phytochemical and antimicrobial studies of Garcinia xanthochymus fruit extracts. Br Biotechnol J. 2016;13(2):1-11, Article no.BBJ.25244
Prakash J, Sallaram S, Martin A, Veeranna RP, Peddha MS. Phytochemical and functional characterization of different part of the Garcinia xanthochymus fruit. ACS Omega 2022;7:21172-82.
A) PaL SC, Nirmal SA, Borhade PS, Pawae C, Kshirsagar S, Atpade S. Antiinflammatory activity of various extracts of leaves of Garcinia xanthochymus. Indian J Pharm Sci. 2005;67(3):394-5.
Zhong FF, Chen Y, Yang GZ. Chemical constituents from the bark of Garcinia xanthochymus and their 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl (DPPH) radical -scavenging activities. Helv Chim Acta. 2008;91(9):1695-403.
Chen Y, Fan H, Yang GZ, Jiang Y, Zhong FF, He HW. Prenylated xanthones from the bark of Garcinia xanthochymus and their 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl (DPPH) radical -scavenging activities. Molecules. 2010;15(10):7438-49.
Baggett S, Protiva P, Mazzola EP, Yang H, Ressler ET, Basile MJ, et al. Bioactive benzophenones from Garcinia xanthochymus Fruits. J Nat Prod. 2005;68(3):354-60.
Payamalle S, Joseph KS, Bijjaragi SC, Aware C, Jadhav JP, Murthy HN. Anti -diabetic activity of Garcinia xanthochymus seeds. Comp Clin Pathol. 2017;26:437-46.
Manohar SH, Naik PM, Patil LM, Karikatti SI, Murthy HN. Chemical composition of Garcinia xanthochymus seeds, seed oil, and evaluation of its antimicrobial and antioxidant activity. J Herbs Spices Med. 2014;20(2):148-55.
Lyles JT, Negrin A, Khan S, He K, Kennelly EJ. Invitro antiplasmodial activity of benzophenones and xanthones from edible fruits of Garcinia species. Planta Med. 2014;80(8-9):676-81.
European committee for antimicrobial susceptibility testing of the European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases. Determination of minimum inhibitory concentration (MICs) of antibacterial agents by broth dilution. Clin Microbiol Infect. 2003;9(8):1-7.
Caviedes L, Delgado J, Gilman RH. Tetrazolium microplate assay as a rapid and inexpensive colorimetric method for determination of antibiotic susceptibility of Mycobacterium tuberculosis. J clin Microbiol. 2002;40(5):1873-4.
The Clinical and Laboratory Standard Institute. Reference method for broth dilution antifungal susceptibility testing of yeasts fungi; approved standard. 2ndedition: CLSI Document M27-A2; 2002. 31 p
The Clinical and Laboratory Standard Institute. Reference method for broth dilution antifungal susceptibility testing of filamentous fungi; approved standard. 2ndedition: CLSI Document M38-A2; 2008. 13 p
Riss TL, Moravec RA, Niles AL, Duellman S, Benink HA, Worzella TJ, et al. Cell viability. The Assay Guide Manual [Internet]. 2016 July 1 [cited 2021 October 21]; [25 pages]. Available from https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK144065/pdf/Bookshelf_NBK144065.pdf
Hamidi MR, Jovanova B, Panovska TK. Toxicological evaluation of the plant products using Brine Shrimp (Artemia salina L.) model. Maced Pharm Bull. 2014;60(1):9-18.
Muzny CA, Laniewski P, Schwebke JR, Herbst-Kralovetz MM. Host-vaginal microbiota interactions in the pathogenesis of bacterial vaginosis. Curr Opin Infect Dis. 2020;33(1):59-65.
Bash MC, Connelly M, Marrazzo J, Bloom A. Epidemiology and pathogenesis of Neisseria gonorrhoeae infection. [Internet]. Jun 2023 [cited 2023 July 18]; [1 page]. Available from: https://www. uptodate.com/contents/epidemiology-and-pathogenesis-of-neisseria-gonorrhoeae-infection#H21428802
Chee WJY, Chew SY, Than LTL. Vaginal microbiota and the potential of Lactobacillus derivatives in maintaining vaginal health. Micorb Cell Fact. 2020;19:203. https://doi.org/10.1186/s12934-020-01464-4
Garle MJ, Fentem JH, Fry JR. In vitro cytotoxicity test for the prediction of acute toxicity in vivo. Toxic. In Vitro. 1994;8(6):1302-12.
Riddell RJ, Panacer DS, Wilde SM, Clothier RH, Balls M. The importance of exposure period and cell type in in vitro cytotoxicity test. Altern Lab Anim. 1986;14(2):86-92.
Parra AL, Yhebra SY, Sardinas GI, Buela LI Comparative study of the assay of Artemia salina L. and the estimate of the medium lethal dose (LD50 value) in mice, to determine oral acute toxicity of plant extraxts. Phytomed. 2001;8(5):395-400.
Meyer BN, Ferrigni NR, Putnam JE, Jacobsen DE, Nichols DE, McLaughlin JL. Brine shrimp: a convenient general bioassay for active plant constituents. Plant Medica. 1982;45(5):31-4.
Deciga-Campos M, Rivero-CruZ I, Arriaga-Alba M, Castaneda-Corral G, Angeles-Lopez GE, Navarrete A, et al. Acute toxicity and mutagenic activity of Mexican plants used in traditional medicine. J Ethnopharmacol. 2007;110(2):334-42.
Moshi MJ, Innocent E, Magadula JJ, Otieno DF, Weisheit PK, Mbabazi PK, et al. Brine shrimp toxicity of some plants used as traditional medicines in Kagera Region, north western Tanzania. Tanzan J Health Res. 2010;12;1.
