การแสดงออกของยีน HSP70, GADD45a และ PA2G4 ในเลือดภายหลังการตายของสิ่งมีชีวิตในโมเดลหนูทดลองเพื่อประยุกต์ใช้ประมาณเวลาหลังตาย
คำสำคัญ:
การประเมินระยะเวลาหลังตาย, การแสดงออกของยีน, โมเดลหนูทดลอง, ยีน HSP70, ยีน GADD45aบทคัดย่อ
ปัจจุบันเครื่องมือที่ใช้ประมาณเวลาหลังตาย หรือ Post-mortem Interval มักสังเกตจากการเย็นตัวลงของศพ (algor mortis) การเกิดจ้ำเลือดภายหลังตาย (livor mortis) การแข็งเกร็งของกล้ามเนื้อ (rigor mortis) และปฏิกิริยาเหนือชีวิต (supravital reaction) ซึ่งเครื่องมือเหล่านี้อาจให้ความแปรปรวนได้จากการรบกวนของสภาพแวดล้อมรวมถึงสภาพของผู้เสียชีวิต ทำให้หลายการศึกษาพัฒนาเครื่องมือที่มีความแม่นยำมากขึ้น หนึ่งในนั้นคือการแสดงออกของยีนหลังตายที่พบว่ามีการแสดงออกที่เพิ่มขึ้นหรือลดลงสัมพันธ์กับระยะเวลาหลังตาย ดังนั้นวัตถุประสงค์ของการวิจัยคือ เพื่อศึกษาการแสดงออกของยีนหลังการตายสำหรับการประยุกต์ใช้ประมาณเวลาหลังตาย เก็บตัวอย่างเลือดหนูทดลองจากบริเวณหัวใจที่ช่วงเวลา 0, 0.5, 1, 6, 12, 24 และ 48 ชั่วโมงหลังการตาย นำมาสกัดอาร์เอ็นเอและศึกษาการแสดงออกของยีนด้วยเทคนิค quantitative real-time polymerase chain reaction ผลการทดลองพบว่าตัวอย่างเลือดเก็บได้ในช่วงเวลา 0, 0.5 และ 1 ชั่วโมงหลังการตาย ค่าคุณภาพและปริมาณอาร์เอ็นเออยู่ในช่วง 2.04 – 2.23 และ 30.16 – 44.67 ไมโครกรัมต่อมิลลิลิตรตามลำดับ พบการแสดงออกของยีน HSP70 เพิ่มมากขึ้นอย่างมีนัยสำคัญทางสถิติที่ช่วงเวลา 0.5 ชั่วโมงหลังตาย ในทางตรงข้ามการแสดงออกของยีน GADD45a ลดลงอย่างมีนัยสำคัญทางสถิติที่ช่วงเวลา 0.5 ชั่วโมงหลังตาย นอกจากนั้นพบว่าการเปลี่ยนแปลงของระยะเวลาหลังตายมีอิทธิพลในการลดการเปลี่ยนแปลงยีน HSP70 แต่ตรงข้ามมีอิทธิพลต่อการเพิ่มการเปลี่ยนแปลงของยีน GADD45a ดังนั้นเป็นไปได้ว่ายีนทั้งสองชนิด (HSP70 และ GADD45a) อาจจะสามารถนำไปพัฒนาใช้ในการประมาณระยะเวลาหลังตายได้ อย่างไรก็ตามเพื่อให้ได้ข้อมูลที่แม่นยำมากขึ้นอาจจะต้องนำยีนดังกล่าวไปศึกษาเพิ่มเติมในศพผู้เสียชีวิต
เอกสารอ้างอิง
Mathur A, Agrawal Y. An overview of methods used for estimation of time since death. Aust J Forensic Sci 2011;43:275-85. doi:10.1080/00450618.2011.568970.
Noshy PA. Postmortem expression of apoptosis-related genes in the liver of mice and their use for estimation of the time of death. Int J Legal Med 2021;135:539-45. doi:10.1007/s00414-020-02419-5.
Kim JY, Kim Y, Cha HK, et al. Cell deathassociated ribosomal RNA cleavage in postmortem tissues and its forensic applications. Mol Cells 2017;40:410-7. doi:10.14348/molcells.2017.0039.
Dachet F, Brown JB, Valyi-Nagy T, et al. Selective time-dependent changes in activity and cell-specific gene expression in human postmortem brain. Sci Rep 2021;11:6078. doi:10.1038/s41598-021-85801-6.
Pozhitkov AE, Neme R, Domazet-Lošo T, et al. Thanatotranscriptome: Genes actively expressed after organismal death. BioRxiv 2016:058305.
Nylandsted J, Gyrd-Hansen M, Danielewicz A, et al. Heat shock protein 70 promotes cell survival by inhibiting lysosomal membrane permeabilization. J Exp Med 2004;200:425-35. doi:10.1084/jem.20040531.
Albakova Z, Armeev GA, Kanevskiy LM, et al. HSP70 multi-functionality in cancer. Cells 2020;9:587. doi:10.3390/cells9030587.
Stetler RA, Gan Y, Zhang W, et al. Heat shock proteins: Cellular and molecular mechanisms in the central nervous system. Prog Neurobiol 2010;92:184-211. doi:10.1016/j.pneurobio.2010.05.002.ฃ
Sanoudou D, Kang PB, Haslett JN, et al. Transcriptional profile of postmortem skeletal muscle. Physiol Genomics 2004;16:222-8. doi:10.1152/physiolgenomics.00137.2003.
Moskalev AA, Smit-McBride Z, Shaposhnikov MV, et al. Gadd45 proteins: Relevance to aging, longevity and age-related pathologies. Ageing Res Rev 2012;11:51-66. doi:10.1016/j.arr.2011.09.003.
Stevenson BW, Gorman MA, Koach J, et al. A structural view of PA2G4 isoforms with opposing functions in cancer. J Biol Chem 2020;295:16100-12. doi:10.1074/jbc.REV120.014293.
Bauer M, Gramlich I, Polzin S, et al. Quantification of mRNA degradation as possible indicator of postmortem interval--a pilot study. Leg Med (Tokyo) 2003;5:220-7. doi:10.1016/j.legalmed.2003.08.001.
Ehrenfellner B, Zissler A, Steinbacher P, et al. Are animal models predictive for human postmortem muscle protein degradation? Int J Legal Med 2017;131:1615-21. doi:10.1007/s00414-017-1643-1.
Lv YH, Ma JL, Pan H, et al. Estimation of the human postmortem interval using an established rat mathematical model and multi-RNA markers. Forensic Sci Med Pathol 2017;13:20-7. doi:10.1007/s12024-016-9827-4.
Black AT, Hayden PJ, Casillas RP, et al. Regulation of Hsp27 and Hsp70 expression in human and mouse skin construct models by caveolae following exposure to the model sulfur mustard vesicant, 2-chloroethyl ethyl sulfide.Toxicol Appl Pharmacol 2011;253:112-20. doi:10.1016/j.taap.2011.03.015.
Zhang Y, Lu Y, Zhou H, et al. Alterations in cell growth and signaling in ErbB3 binding protein-1 (Ebp1) deficient mice. BMC Cell Biol 2008;9:69. doi:10.1186/1471-2121-9-69.
Hong L, Sun QF, Xu TY, et al. New role and molecular mechanism of Gadd45a in hepatic fibrosis. World J Gastroenterol 2016;22:2779-88. doi:10.3748/wjg.v22.i9.2779.
Han Y, Kang Y, Yu J, et al. Increase of Hspa1a and Hspa1b genes in the resting B cells of Sirt1 knockout mice. Mol Biol Rep 2019;46:4225-34. doi:10.1007/s11033-019-04876-7.
Peng D, Lv M, Li Z, et al. Postmortem interval determination using mRNA markers and DNA normalization. Int J Legal Med 2020;134:149-57. doi:10.1007/s00414-019-02199-7.
Scrivano S, Sanavio M, Tozzo P, et al. Analysis of RNA in the estimation of post-mortem interval: A review of current evidence. Int J Legal Med 2019;133:1629-40. doi:10.1007/s00414-019-02125-x.
Scott L, Finley SJ, Watson C, et al. Life and death: A systematic comparison of antemortem and postmortem gene expression. Gene 2020;731:144349. doi:10.1016/j.gene.2020.144349.
Ma J, Pan H, Zeng Y, et al. Exploration of the R code-based mathematical model for PMI estimation using profiling of RNA degradation in rat brain tissue at different temperatures. Forensic Sci Med Pathol 2015;11:530-7. doi:10.1007/s12024-015-9703-7.
Stucki D, Freitak D, Sundström L. Survival and gene expression under different temperature and humidity regimes in ants. PLoS One 2017;12:e0181137. doi:10.1371/journal.pone.0181137.
Payne-James J, Jones RM. Simpson’s forensic medicine: CRC Press; 2019.
Coli ă CI, Olaru DG, Coli ă D, et al. Induced Coma, Death, and Organ Transplantation: A Physiologic, Genetic, and Theological Perspective. Int J Mol Sci 2023;24:5744. doi:10.3390/ijms24065744.
Kim MY, Seo EJ, Lee DH, et al. Gadd45β is a novel mediator of cardiomyocyte apoptosis induced by ischaemia/hypoxia. Cardiovasc Res 2010;87:119-26. doi:10.1093/cvr/cvq048.
Antiga LG, Sibbens L, Abakkouy Y, et al. Cell survival and DNA damage repair are promoted in the human blood thanatotranscriptome shortly after death. Sci Rep 2021;11:16585. doi:10.1038/s41598-021-96095-z.
Zapico SC, Menéndez ST, Núñez P. Cell death proteins as markers of early postmortem interval. Cell Mol Life Sci 2014;71:2957-62. doi:10.1007/s00018-013-1531-x.
Tao L, Ma J, Han L, et al. Early postmortem interval estimation based on Cdc25b mRNA in rat cardiac tissue. Leg Med (Tokyo) 2018;35:18-24. doi:10.1016/j.legalmed.2018.09.004.
Chung U, Seo JS, Kim YH, et al. Quantitative analyses of postmortem heat shock protein mRNA profiles in the occipital lobes of human cerebral cortices: Implications in cause of death. Mol Cells 2012;34:473-80. doi:10.1007/s10059-012-0214-z.
Bahar B, Monahan FJ, Moloney AP, et al, Sweeney T. Long-term stability of RNA in post-mortem bovine skeletal muscle, liver and subcutaneous adipose tissues. BMC Mol Biol 2007;8:108. doi:10.1186/1471-2199-8-108.
Seear PJ, Sweeney GE. Stability of RNA isolated from post-mortem tissues of Atlantic salmon (Salmo salar L.). Fish Physiol Biochem 2008;34:19-24. doi:10.1007/s10695-007-9141-x.
ดาวน์โหลด
เผยแพร่แล้ว
รูปแบบการอ้างอิง
ฉบับ
ประเภทบทความ
สัญญาอนุญาต
ลิขสิทธิ์ (c) 2024 วารสารการแพทย์และวิทยาศาสตร์สุขภาพ
อนุญาตภายใต้เงื่อนไข Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
